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Diferença entre as proteínas Condensina e Cohesina?

Diferença entre as proteínas Condensina e Cohesina?


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O DNA cromossômico é empilhado com a ajuda da coesina e da proteína condensina de que maneira particular? Pode-se dizer que a coesina forma cinetocore? Como eles variam exatamente? Os termos são tão estreitos que espremem meu cérebro ... !!! obrigado por sua amável ajuda ^ _ ^


Condensina

Condensin I: presente em citoplasma durante a interfase, tem acesso aos cromossomos após a prófase. Contribui para a montagem do cromossomo condensado durante a prometáfase e a metáfase [1].

Condensina II: presente em núcleo durante a interfase, envolvida na condensação cromossômica. Contribui para a montagem do cromossomo condensado durante a prometáfase e a metáfase [1].

Cohesin

Ele mantém as cromátides irmãs conectadas entre si durante a metáfase e garante que cada cromátide irmã segregar em pólos opostos. "Facilita a fixação do fuso nos cromossomos. Facilita o reparo do DNA por recombinação." [2]


Referências:

  1. Colaboradores da Wikipedia, "Condensin", Wikipedia, The Free Encyclopedia, http://en.wikipedia.org/w/index.php?title=Condensin&oldid=606814199 (acessado em 29 de julho de 2014).
  2. Colaboradores da Wikipedia, "Cohesin", Wikipedia, The Free Encyclopedia, http://en.wikipedia.org/w/index.php?title=Cohesin&oldid=617481362 (acessado em 29 de julho de 2014).

Cohesin

Cohesin é um complexo de proteínas que medeia a coesão da cromátide irmã, recombinação homóloga e looping de DNA. A coesina é formada por SMC3, SMC1, SCC1 e SCC3 (SA1 ou SA2 em humanos). A coesina mantém as cromátides irmãs juntas após a replicação do DNA até a anáfase, quando a remoção da coesina leva à separação das cromátides irmãs. O complexo forma uma estrutura semelhante a um anel e acredita-se que as cromátides irmãs são mantidas juntas por aprisionamento dentro do anel de coesina. Cohesin é um membro da família SMC de complexos de proteínas que inclui Condensin, MukBEF e SMC-ScpAB.

A cohesina foi descoberta separadamente na levedura de brotamento por Douglas Koshland [1] e Kim Nasmyth. [2]


Resumo

Dois complexos de proteínas relacionados, coesina e condensina, são essenciais para separar cópias idênticas do genoma em células-filhas durante a divisão celular. A coesina cola as cromátides irmãs até que se dividam na anáfase, enquanto a condensina reorganiza os cromossomos em sua estrutura mitótica altamente compacta. Inesperadamente, mutações nas subunidades desses complexos foram descobertas em telas genéticas que visam processos completamente diferentes. Estão surgindo novas evidências empolgantes de que a coesina e a condensina influenciam os processos cruciais durante a interfase e em aspectos imprevistos da mitose. Cada complexo pode desempenhar várias funções, e subunidades individuais podem se associar a diferentes conjuntos de proteínas para atingir diversas funções, incluindo a regulação da expressão gênica, reparo de DNA, pontos de verificação do ciclo celular e organização centrômero.


Determinação do sexo em vertebrados

Tasman Daish, Frank Grützner, em Current Topics in Developmental Biology, 2019

6 Um papel para SMCs na organização dos cromossomos sexuais: as coesinas são peças-chave na regulação da dinâmica do pareamento meiótico

Coesinas e seu parente funcional e estrutural próximo, as condensinas, são moléculas multicomponentes com diversas funções na regulação do genoma, incluindo divisão mitótica e meiótica, reparo de DNA, controle transcricional e condensação cromossômica. Mutações que afetam as coesinas resultam em déficits reprodutivos e de fertilidade e câncer (Litwin & amp Wysocki, 2018 Rankin, 2015 Remeseiro & amp Losada, 2013). Os papéis primários e mais bem caracterizados da coesina são o tethering de cromátides homólogas e irmãs durante as divisões celulares mitóticas e meióticas. Em humanos e camundongos, o complexo de coesina específico meiótico se reúne em uma configuração tripartite composta da manutenção estrutural dos cromossomos (SCC), proteínas SMC1β e SMC3, a ponte ou ligante α-kleisin subunidade Rad21, que também é ligada pelo estroma proteína do antígeno STAG3. Essa estrutura forma um anel no qual as fitas de DNA dos homólogos meióticos e das cromátides irmãs são mantidas até suas separações na Meiose I e II, respectivamente. Consequentemente, essas proteínas são essenciais para o sucesso da gametogênese (Biswas et al., 2016 Hopkins et al., 2014 Ward, Hopkins, McKay, Murray, & amp Jordan, 2016). As coesinas e especialmente SMC3 são componentes integrais do SC onde participam da condensação e do emparelhamento cromossômico. Evidências recentes implicaram um possível papel na regulação específica do cromossomo sexual no ornitorrinco (Casey et al., 2017). Outra variante de coesina específica da meiose, RAD21L, está associada ao corpo sexual em camundongos e há ligações funcionais entre os componentes da coesina, o nucléolo e a formação de heterocromatina. O acúmulo maciço observado de SMC3 e STAG3 especificamente para as regiões não pareadas da cadeia de cromossomos sexuais do ornitorrinco através do paquiteno é uma observação intrigante (Casey et al., 2017 Herran et al., 2011 Ishiguro, Kim, Fujiyama-Nakamura, Kato, & amp Watanabe , 2011). O acúmulo acentuado desses dois componentes de coesina especificamente para cromossomos sexuais meióticos não foi observado anteriormente em nenhuma espécie, e o fato de que é restrito a DNA não pareado e não está associado a vários PARs, implica um papel específico para os 10 cromossomos sexuais . Além disso, o acúmulo ocorre concomitante com a contração transitória e coalescência dos 10 elementos em uma massa paranucleolar heterocromática (Fig. 1 Painel inferior). Essas observações requerem uma investigação mais aprofundada, incluindo a determinação do status de coesina do ZW equalizado em oócitos de frango paquiteno, para identificar o grau de conservação das estratégias utilizadas para gerenciar cromossomos sexuais heteromórficos.


DISCUSSÃO

A coesina e a condensina são componentes essenciais da mola da cromatina. Usando a convolução do modelo em geometrias simuladas de coesina e condensina, determinamos suas estruturas finas dentro da cromatina pericêntrica. A coesina é melhor combinada por uma distribuição aleatória de fluoróforos que povoam um barril de 500 nm de diâmetro e 550 nm de comprimento e um único complexo de ∼40 nm de espessura. A fluorescência da condensina é melhor combinada por fluoróforos agrupados ocupando um cilindro oco de 350 nm próximo aos microtúbulos do fuso interpolar. Compreender as diferenças entre as distribuições de coesina e condensina no pericentômero nos permite ter uma visão sobre suas funções na mola da cromatina.

A coesina pericêntrica foi proposta para ser organizada em uma distribuição em barril ao redor dos microtúbulos do fuso (Yeh et al., 2008). Isso é consistente com a organização cilíndrica dos microtúbulos do fuso observada com a tomografia EM e a distribuição da cromatina pericêntrica marcada com LacO / LacI-GFP (Winey et al., 1995 Gardner et al., 2008 Anderson et al., Stephens 2009 et al., 2011 Haase et al., 2012). Mostramos aqui que a fluorescência de coesina pericêntrica experimental de vários ângulos de aquisição é fielmente recapitulada por imagens simuladas de um cilindro oco / barril (Figura 2). A distribuição homogênea da cohesina é melhor combinada por fluoróforos únicos, distribuídos aleatoriamente (Figura 4). O barril é contínuo apenas no sentido de que a distribuição de fluorescência de moléculas individuais se sobrepõe como consequência do PSF objetivo. Podemos descartar várias camadas dentro do barril (ou vários barris concêntricos) com base nas simulações que indicam que a espessura do barril é comparável a um único anel de coesão (Figura 2D e Tabela 2). Nossa modelagem não aborda se as moléculas existem como complexos únicos ou múltiplos (Haering e Jessberger, 2012). Os dados de convolução do modelo são consistentes com a coesina dispersa ao longo de uma geometria de cilindro em torno do fuso central.

A distribuição da condensina difere da coesina por não ser bilobada nem homogênea. Ao medir o número de moléculas, sabemos que as diferenças não são devidas a uma disparidade no número de moléculas, pois ambas têm ∼240 no total na cromatina pericêntrica total de 16 cromátides irmãs. Para imitar a heterogeneidade célula a célula, reduzimos o número de posições únicas que os fluoróforos ocupam no cilindro por meio de agrupamento e posições de fluoróforo randomizadas de imagem para imagem. A distribuição aleatória de clusters (oito ou 16 fluoróforos por cluster) em simulações corresponde melhor à fluorescência axial heterogênea da condensina com frequência aproximadamente igual de um foco, dois focos ou sinal uniforme (Figura 3). Mesmo em mcm21Δ células com um comprimento interkinetochore aumentado, a frequência de diferentes sinais fluorescentes é correspondida com precisão por simulações de agrupamento (Figura S1B). Compilar imagens experimentais de condensina de uma população de fusos alinhados não revelou nenhuma posição preferencial dentro do pericentômero. A fluorescência do conjunto foi uniformemente distribuída entre os cinetóforos (Stephens et al., 2011). Tomados em conjunto, os dados sugerem que os aglomerados de condensina são distribuídos aleatoriamente no pericentômero e ao longo do eixo do fuso.

Aglomerados de condensina provavelmente formam rosetas no pericentômero para resistir à tensão por meio de interações homotípicas (Figura 6). A ideia de múltiplos loops decorrentes da condensina agrupada foi proposta como um mecanismo para a compactação da cromatina (Vas et al., 2007 Hirano, 2012). Estudos bioquímicos e teóricos sugerem que as condensinas funcionam cooperativamente (Melby et al., 1998 Strick et al., 2004 Alipour e Marko, 2012). Nossos dados suportam um modelo no qual várias condensinas (8–16) se agrupam para compactar o pericentômero ao longo do eixo do fuso (Figura 3). A compactação provavelmente ocorre através da coleta de condensina de regiões distais do DNA para produzir loops quirais (Kimura e Hirano, 1997 Yoshimura et al., 2002 Strick et al., 2004 Hirano, 2006 Figura 6). Foi demonstrado que a condensina se liga e se agrupa em genes de tRNA, bem como em outros locais ocupados pelo fator de transcrição TFIIIC (D'Ambrosio et al., 2008 Haeusler et al., 2008 Iwasaki et al., 2010), fornecendo um mecanismo para agrupar loci pericentromere. Sir2 auxilia no recrutamento de condensina para locais de tRNA (Li et al., 2013), e após o esgotamento de Sir2, a condensina pode perder afinidade para esses locais, o que pode explicar porque a condensina se desloca do eixo do fuso em sir2Δ mutantes (Figura 5). A ligação da condensina está negativamente correlacionada com a atividade de transcrição no locus rDNA, bem como no centrômero (Johzuka e Horiuchi, 2007, 2009 Iwasaki et al., 2010). Um mecanismo alternativo, mas não mutuamente exclusivo, para o deslocamento de condensina em sir2Δ células é que Sir2 funciona para hipoacetilar as regiões do centrômero e do pericentômero (Choy et al., 2011, 2012) para promover o silenciamento da transcrição, a fim de garantir o recrutamento / ligação de condensina adequado. Uma mola de cromatina composta de loops é consistente com modelos matemáticos que recapitulam o comportamento experimental do fuso mediante perturbação da mola de cromatina via coesina pericêntrica ou depleção de condensina (Stephens et al., 2013).

FIGURA 6: Modelo de coesina e condensina no pericentômero. (A) A condensina (azul claro) está localizada ao longo do eixo do fuso em aglomerados, onde forma laços semelhantes a uma roseta por meio de condensina múltipla trabalhando cooperativamente. A coesina (azul escuro) está localizada radialmente, onde promove o looping para resistir às forças de tração para fora dos microtúbulos do fuso. Cohesin é mostrado como duas configurações possíveis: um único complexo (à esquerda) ou dois complexos (à direita, ver revisão em Haering e Jessberger, 2012). (B) Diagrama da região intercentrômero. Enquanto a condensina pode abranger o comprimento entre os aglomerados do centrômero irmão, a coesina é deslocada do aglomerado do centrômero em ∼125 nm.

A coesina é distribuída aleatoriamente em laços pericentroméricos dispersos radialmente. A ampla distribuição de arranjos LacO ligados ao centrômero fornece uma estimativa independente do tamanho do barril de coesina. Em 92% das células, os arranjos de LacO pericêntricos estão confinados a um diâmetro de 530 nm em torno do fuso (ver Figura 4C, III). No tratamento de células com uma dose baixa de benomil, tanto a posição radial da cromatina pericêntrica quanto a largura do barril de coesina aumentam (Haase et al., 2012). A expansão da cromatina pericêntrica depende da fosforilação dependente de Bub1 de H2AS121A (Haase et al., 2012). Portanto, é a cromatina que dita as dimensões do barril de coesão. A cromatina pericêntrica agregada (32 × 50 kb = 1,6 Mbp) na mitose é comparável em tamanho ao total Escherichia coli nucleóide (∼4 Mbp). Como o pericentômero está confinado a um volume semelhante, é provável que exiba características de confinamento exibidas pelo nucleóide bacteriano e sujeito à repulsão entrópica do polímero que facilita a segregação cromossômica (Jun e Mulder, 2006 Fisher et al., 2013). A coesina desempenha uma função crítica em confinar a cromatina a esta posição radial (representada na Figura 6 Stephens et al., 2011). Cohesin abraçando loops radiais de diferentes pericentromeros geraria uma rede reticulada (Stephens et al., 2013), o que confinaria ainda mais a cromatina pericêntrica. Portanto, propomos que as funções moleculares da coesina no aprisionamento e compactação (Gruber et al., 2003 Haering et al., 2008 Sun et al., 2013) levam ao confinamento e à reticulação dentro da mola da cromatina.

Curiosamente, a distribuição da coesina não abrange todo o pericentômero do cinetocoro ao cinetocoro e, em vez disso, está a ∼125 nm de distância de qualquer agrupamento do centrômero. O despejo de coesina do centrômero pode ser necessário para orientação adequada. Ter coesão no centrômero promove a monorientação dos centrômeros irmãos, enquanto a coesão no pericentômero promove biorientação (Sakuno e Watanabe, 2009). Uma ideia semelhante, mas alternativa, é que a condensina pode estar deslocando a coesina para ajudar na resolução do centrômero, como foi relatado em Caenorhabditis elegans (Moore et al., 2005).

A convolução modelo fornece um método não invasivo para determinar a estrutura fina e a distribuição de coesina e condensina no aparelho de segregação mitótica. Simulações de computador de diferentes geometrias e distribuições de fluoróforo foram convolvidas com o PSF para avaliar diretamente as imagens experimentais. A posição axial e o agrupamento da condensina versus a posição radial e a dispersão da coesina levam a percepções sobre o arranjo da mola da cromatina. Uma roseta de loops de pericentômero é compactada e confinada em uma geometria que distribui a tensão gerada em vários locais de fixação de microtúbulos em toda a rede da cromatina.


DISCUSSÃO

Coesina e condensina são os dois complexos de proteína não histona mais amplamente estudados, com papéis importantes na estrutura e no comportamento do cromossomo mitótico. O presente estudo serve para destacar que, embora esses dois complexos sejam superficialmente semelhantes (por exemplo, ambos são construídos em torno de heterodímeros de proteína SMC), o papel desempenhado pelo ATP na função dos dois complexos é aparentemente distinto.

Diferenças mecanísticas entre a função coesina e condensina ATPase

Nosso estudo mostra que a ligação de ATP e a hidrólise por SMC2 não são necessárias para a montagem do holocomplexo de condensina. Um estudo separado usando condensina I purificada por baculovírus também descobriu que as mutações da ATPase em SMC2 ou SMC4 não afetaram a formação do holocomplexo in vitro (Onn et al., 2007). Em contraste, a ligação de ATP na subunidade de coesina SMC1, mas não SMC3, é essencial para interações com Scc1 e, portanto, para a montagem do complexo de coesina (Arumugam et al., 2003 Weitzer et al., 2003).

Também relatamos a primeira análise funcional do Q-loop conservado encontrado em todas as proteínas SMC. Este motivo foi proposto para ligar água e magnésio e sofrer uma mudança conformacional após a ligação do substrato (Hopfner et al., 2000 Hopfner e Tainer, 2003). Foi sugerido que este atua como um “braço de alavanca” para transduzir a ligação de ATP e hidrólise em ação física pela proteína SMC (Hopfner e Tainer, 2003). Descobrimos que SMC2 Q-loop mutante Q147L não tem efeito sobre a formação do holocomplexo de condensina, mas aboliu sua associação com cromossomos. Resta ser determinado se este mutante Q-loop tem função ATPase prejudicada ou atua a jusante do ATP para interromper uma mudança conformacional necessária para o carregamento de condensina.

A ligação do ATP, mas não a hidrólise, é necessária para a associação da condensina com os cromossomos mitóticos in vivo. Apesar do fato de que os mutantes SMC2 D1113A e K38I, que devem bloquear a ligação de ATP, são capazes de participar da formação do complexo de condensina, complexos contendo essas mutações não conseguiram se associar aos cromossomos. Em contraste, o mutante SMC2-E1114Q, que é previsto para diminuir a taxa de hidrólise de ATP, ligou-se aos cromossomos em níveis comparáveis ​​ao tipo selvagem. O mutante SMC2-S1086R se ligou menos aos cromossomos, possivelmente refletindo sua capacidade de se ligar, mas não de hidrolisar, ATP. Estes resultados são consistentes com os de um estudo in vitro de Bacillus subtillus Homodímeros SMC, em que mutantes de estado de transição (análogos a SMC2-E1114Q) permitiram a ligação ao DNA detectável (Hirano e Hirano, 2004). Em contraste, os complexos de coesina com a mutação de hidrólise de ATP análoga em qualquer SMC1 ou SMC3 falham ao carregar na cromatina (Arumugam et al., 2003).

Nossos estudos in vivo da função de condensina são consistentes com estudos recentes in vitro do laboratório Hirano, que mostraram que SMC2 purificado sofre uma mudança conformacional na presença de ATP, levando à sugestão de que a ligação de ATP pode abrir a região de dobradiça (Onn et al., 2007). Estudos recentes de coesina mostraram que o carregamento do complexo na cromatina é causado pela abertura transitória do domínio de dobradiça, e foi hipotetizado que essa mudança conformacional poderia ser o resultado da ligação de ATP ou hidrólise (Gruber et al., 2006). Assim, parece que a atividade ATPase dentro do domínio principal poderia retransmitir as mudanças conformacionais necessárias para abrir a região de dobradiça para proteínas SMC (Figura 7).

Figura 7. Modelo de trabalho hipotético para a ligação da condensina aos cromossomos, mostrando a ligação do ATP, produzindo uma mudança conformacional que permite a entrada do DNA em uma região de dobradiça alterada. Mutações que bloqueiam a ligação de ATP (K38I, D1113A) ou alteração alostérica (Q147L) inibem o carregamento de condensina nos cromossomos. A hidrólise de ATP resulta no desligamento dos domínios da cabeça SMC2 e SMC4, permitindo a multermerização intermolecular entre as condensinas e a formação de estruturas de ordem superior. Mutações que afetam a hidrólise de ATP (S1086R, E1114Q) permitem que a condensina se associe à cromatina, mas podem afetar as propriedades de multermerização do complexo. Em contraste com a coesina, a condensina permanece associada à cromatina após a quebra de uma subunidade SMC, muito provavelmente devido a fortes interações intermoleculares entre as regiões coiled-coil de SMC2 e SMC4.

Independentemente do mecanismo, as células que expressam os domínios ATPase mutados em SMC2 são incapazes de formar o complexo de condensina funcional. Embora os resultados relatados aqui representem uma primeira tentativa usando uma abordagem genética para entender o papel da função da condensina ATPase in vivo, mais trabalhos são necessários para uma caracterização definitiva do ciclo da ATPase na condensina purificada.

A clivagem de SMC2 não altera a associação da condensina ou a ligação aos cromossomos in vitro

Uma chave para entender a função da condensina é verificar se o complexo forma uma estrutura de anel fechado e aprisiona o DNA de maneira análoga à proposta para a coesina (Ivanov e Nasmyth, 2005). Estudos de microscopia eletrônica revelam que os braços de coesina parecem formar um circuito aberto e, portanto, estão topologicamente em posição de circundar o DNA, enquanto a condensina forma predominantemente uma estrutura semelhante a um "pirulito" com os braços fortemente opostos um ao outro (Anderson et al., 2002). Nossas observações de que o complexo de condensina permanece em grande parte intacto, apesar da clivagem de SMC2, são consistentes com a noção de que os braços de condensina estão opostos em uma estrutura de pirulito. Nossos resultados, portanto, apóiam a noção de que a condensina atua por meio de um mecanismo distinto da coesina.

Por analogia a experimentos com a subunidade de coesina SMC3 (Gruber et al., 2003), foram escolhidos locais de clivagem que quebrariam o SMC2 em regiões de baixa propensão para a formação de bobinas e, portanto, não interfeririam na estrutura do complexo. No entanto, não podemos excluir a possibilidade de que as interações entre as hélices SMC2 (ou com SMC4) na bobina enrolada possam ser retidas mesmo após a clivagem da protease. Após a clivagem in vitro de SMC2 por protease PreScission, uma porção significativa da região de dobradiça / dimerização do meio poderia ser substancialmente solubilizada (Figura 5B), consistente com a clivagem em vez de simplesmente "cortar" a bobina espiral SMC2, enquanto os domínios C e N permanecem fortemente associados (Figura 5, C e D). No estudo anterior de coesina, quando SMC3 clivável foi expresso e clivado in vitro em grânulos, aproximadamente metade do domínio de dimerização foi liberado, sugerindo clivagem comparável de proteínas SMC entre os dois sistemas (Gruber et al., 2003). No entanto, dada a conformação de pirulito prevista para o holocomplexo de condensina, não podemos dizer se as clivagens dentro da bobina bobinada SMC2 abrem o complexo inteiramente quando o complexo está ligado aos cromossomos.

A clivagem de SMC3 libera o complexo de coesina da cromatina e pode iniciar o início da separação da cromátide irmã, embora não altere as interações entre SMC3, SMC1 ou Scc1 (Gruber et al., 2003). Quando o SMC2 na condensina purificada é clivado pela protease de pré-sucessão, o complexo parece permanecer intacto sem qualquer perda significativa das subunidades não SMC da condensina I ou II. Isso era verdade mesmo sob condições rigorosas de purificação em tandem com várias lavagens em um tampão que incluía o desoxicolato de detergente iônico. Além disso, quando os cromossomos isolados foram tratados com protease PreScission, o SMC2 permaneceu concentrado ao longo dos eixos da cromátide, apesar de ser clivado quantitativamente. Portanto, a estabilidade do complexo de condensina e a associação com cromossomos mitóticos não dependem da integridade do heterodímero SMC2. Em contraste, a associação cromossômica de DNA topoisomerase IIα foi especificamente alterada após a clivagem de SMC2. Isso demonstra que a clivagem de PreScission de SMC2 de fato alterou a estrutura ou função da condensina, e sugere uma estreita associação de Topo IIα com o complexo de condensina nos cromossomos.

Pode-se esperar que a clivagem das bobinas SMC2 libere o complexo da cromatina se a condensina se ligar ao DNA por um modelo "abraço", conforme proposto para a coesina. No entanto, a falha em liberar o complexo dos cromossomos após a cisão do SMC2 sugere que a associação dos cromossomos pela condensina pode não exigir apenas o fechamento topológico do complexo. Assim, os braços SMC de condensina podem transmitir mudanças conformacionais que permitem o carregamento ou descarregamento do complexo.

Até o momento, a única visualização direta da condensina associada ao DNA foi fornecida por microscopia de força atômica do complexo de levedura de fissão purificado (Yoshimura et al., 2002). O trabalho mostrou a condensina assentada no DNA com sua dobradiça, mas não abraçando topologicamente o DNA e, em alguns casos, com as cabeças inclinando-se para o DNA. É possível, no entanto, que essas imagens representem condensina presa em um estado de pré-carga devido à atividade bioquímica limitada da preparação ou ausência de fatores de carga (Uhlmann e Hopfner, 2006).

A forma como a condensina interage com o DNA permanece, portanto, uma questão em aberto. Nossos dados in vivo demonstraram a importância do ciclo da ATPase da condensina na regulação desse processo. Juntos, nosso trabalho e o trabalho realizado por outros serviram para destacar um paradoxo SMC em que proteínas notavelmente semelhantes que formam complexos altamente análogos parecem funcionar por mecanismos distintos.


Revisão Internacional de Biologia Celular e Molecular

2.3 Estado da cromatina

Além da quantidade de DNA, a compactação da cromatina é outra característica que potencialmente afeta o tamanho e a morfologia nuclear. O grande número de proteínas conhecidas por interagir e modificar a cromatina complica essa questão (Kustatscher et al., 2014), embora papéis para condensinas e histonas tenham surgido. Por exemplo, aumentando a compactação da cromatina mediada por condensina II em Drosófila causou distorção da morfologia NE (Buster et al., 2013). Uma análise de 160 genomas eucarióticos mostrou que conforme o tamanho do genoma aumentou durante a evolução, o terminal amino da histona H2A adquiriu resíduos de arginina que conferem compactação de cromatina aumentada. A adição de resíduos de arginina à levedura H2A resultou em aumento da compactação da cromatina e redução do volume nuclear, enquanto a mutação dos resíduos de arginina no H2A humano levou à descompactação da cromatina e aumento do tamanho nuclear (Macadangdang et al., 2014).

É importante notar que a compactação da cromatina também pode impactar indiretamente o tamanho do núcleo. As células de levedura aumentam a compactação de longos braços cromossômicos durante a mitose para garantir a segregação cromossômica completa (Neurohr et al., 2011), enquanto Drosófila as células se alongam transitoriamente durante a anáfase (Kotadia et al., 2012). Em ambos os casos, isso pode afetar o tamanho do núcleo na interfase subsequente. Foi demonstrado que o status de metilação da histona H3 dita as regiões da cromatina que se associam à lâmina nuclear, chamados de domínios associados à lâmina (LADs) (Harr et al., 2015), e certos RNAs não codificadores longos regulam a metilação das histonas (Wang et al., 2011b). A organização da cromatina pode, por sua vez, afetar o tamanho do núcleo. Consulte também as Seções 3.1, 3.2, 3.4, 3.7, 3.8, 4.1 e 4.3.


Informações de Apoio

S1 Fig. Condensina I afeta a localização da coesina na entrada na meiose.

(UMA) Imagens de imunofluorescência de coloração COH-3/4 e REC-8 na ponta mitótica (MT) e zona de transição (TZ) do tipo selvagem e dpy-28 linhagens germinativas masculinas mutantes tratadas com vetor de controle ou wapl-1 RNAi. COH-3/4 não é detectável no MT e aparece pela primeira vez nos cromossomos no TZ. A intensidade da coloração é reduzida no TZ em dpy-28 mutantes. REC-8 é nucleoplasmático no MT e aparece como longos fios nos cromossomos no TZ. No dpy-28 mutantes, os padrões de localização permanecem inalterados no MT, mas a intensidade da coloração é reduzida em TZ. wapl-1 RNAi restaura a intensidade de coloração de coesina para níveis próximos do tipo selvagem. Barra de escala, 5 μm (B) Estágio da metáfase I em tipo selvagem e dpy-28 machos mutantes. REC-8 e COH-3/4 são mostrados em verde. As intensidades de coloração de coesina e a localização parecem semelhantes no tipo selvagem e mutante, com COH-3/4 enriquecido entre homólogos emparelhados (setas). Barra de escala, 1 μm.

S2 Fig. Localização de coesina e SC na depleção de condensina I e mutantes de condensina II.

(UMA) Imagens de imunofluorescência de coloração REC-8 e COH-3/4 no paquiteno inicial (EP) e núcleos do paquiteno tardio (LP) de rrf-1 hermafroditas tratados com vetor de controle ou capg-1 RNAi. A associação cromossômica de REC-8 e COH3 / 4 é reduzida após a depleção de CAPG-1. (B) Experiência de controle mostrando falta de coloração COH-3/4 em coh-4 coh-3 mutantes e falta de coloração REC-8 em rec-8 mutantes. (C) Imagens de bivalentes únicos (homólogos emparelhados) na diacinese em rrf-1 hermafroditas. COH-3/4 (verde) é enriquecido no braço curto dos bivalentes (entre homólogos, setas). e REC-8 (verde) é inicialmente visível em ambos os braços, mas eventualmente é mais proeminente no braço longo (entre irmãs, setas). Os padrões de coloração são comparáveis ​​em controle e em capg-1 (RNAi). (D) Imagens de imunofluorescência de gônadas do controle e capg-2 Vermes tratados com RNAi corados com anticorpos específicos para SYP-1 (vermelho) e COH-3/4 (verde) à esquerda e HTP-3 (vermelho) e REC-8 (verde) à direita. O DNA é corado com DAPI (azul). A depleção de CAPG-2 não perturbou a coesina ou a localização SC. Barras de escala, 5 μm em A, B e D e 1 μm em C.

S3 Fig. Reparo de quebra de DNA de fita dupla e apoptose em germlines de depleção de condensina I.

(UMA) Imagens de imunofluorescência de machos selvagens e dpy-28 (tm3535) gônadas masculinas coradas com anticorpos específicos para o marcador de quebra de DNA de fita dupla RAD-51. Barra de escala, 5 μm. (B) Quantificação de focos RAD-51 em diferentes zonas da linha germinal masculina. No dpy-28 mutantes, o número de focos aumenta, particularmente no paquiteno inicial (EP) e no paquiteno médio (MP). No paquiteno tardio, as quebras são resolvidas em ambos os genótipos. O número de núcleos analisados ​​e os valores de p são mostrados na Tabela S1. (C) Quantificação de núcleos apoptóticos em hermafroditas que expressam o marcador de apoptose CED-1 :: GFP, tratados com vetor de controle ou capg-1 RNAi. São mostrados os números totais de corpos apoptóticos por braço da gônada. A apoptose da linha germinativa aumenta após capg-1 RNAi. *** indica significância estatística (p & lt0,001) por teste t não pareado bicaudal.

S4 Fig. Os agregados SYP-1 são observados em HTP-3 mutantes.

Imagens de imunofluorescência em tipo selvagem e HTP-3 gônadas hermafroditas mutantes coradas com anticorpos SYP-1. SYP-1 forma longas trilhas ao longo dos cromossomos em vermes do tipo selvagem, mas está presente em agregados em HTP-3 mutantes.

Tabela S1. Dados numéricos e estatísticos.

Gráficos de base de dados numéricos e estatísticas de resumo.


Base estrutural para formação de dímero de condensação humana Manutenção estrutural de proteínas cromossômicas e suas implicações para o reconhecimento de DNA de fita simples

A manutenção estrutural eucariótica das proteínas cromossômicas (SMC) são os principais componentes da coesina e das condensinas que regulam a estrutura e a dinâmica dos cromossomos durante o ciclo celular. Aqui determinamos a estrutura cristalina do heterodímero de dobradiça SMC de condensina humana com

30 resíduos de bobinas em espiral. A estrutura, em conjunto com as análises de espectrometria de massa de troca de hidrogênio, revelou a base estrutural para a formação de heterodímero específico de SMC eucariótico e que as bobinas enroladas de duas dobradiças diferentes se projetam na mesma direção, proporcionando uma superfície de ligação única propícia para ligação a DNA em cadeia. Os perfis característicos de troca de hidrogênio de peptídeos constituíram regiões especialmente através da interface de dimerização dobradiça-dobradiça, sugerindo ainda as alterações estruturais na ligação de DNA de fita simples e a presença de um estado semi-aberto de heterodímero de dobradiça. Esta mudança estrutural está potencialmente relacionada ao mecanismo de carregamento de DNA do SMC, no qual o domínio de dobradiça funciona como uma porta de entrada, conforme proposto anteriormente para a coesina. Nossos resultados, no entanto, indicaram que este não é o caso para condensinas com base no fato de que as bobinas enroladas ainda estão interagindo entre si, mesmo quando a ligação ao DNA induz mudanças estruturais na região de dobradiça, sugerindo as diferenças funcionais do domínio de dobradiça SMC entre condensinas e coesina no reconhecimento do DNA.

Palavras-chave: ultracentrifugação analítica cromatina estrutura cromossomos estrutura cristalina permuta de hidrogênio espectrometria de massa calorimetria de titulação isotérmica (ITC) interação proteína-DNA.

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Capítulo 10: Como as células se dividem

O número de cromossomos varia entre as diferentes espécies - os humanos têm 46 cromossomos, consistindo em 23 pares quase idênticos.

A cada 200 nucleotídeos, o duplex de DNA é enrolado em torno de um núcleo de 8 PROTEÍNAS DE HISTONA - proteínas carregadas positivamente devido à abundância dos aminoácidos arginina e lisina.

O complexo de DNA e proteínas histonas são chamados de NUCLEOSSOMA.

O DNA envolto em nucleossomos é ainda mais enrolado em uma estrutura ainda mais compacta chamada SOLENÓIDE - a fibra de 30 nm. Este é o estado normal de cromatina sem divisão.

After replication, each chromosome is composed of two identical DNA molecules held together by a complex of proteins called COHESINS (complex of proteins holding replicated chromosomes together).

1. G1 (gap phase 1) the primary growth phase of the cell. The term gap phase refers to its filling the gap between cytokinesis and DNA synthesis. For most cells, this is the longest phase.

2. S (synthesis) is the phase in which the cell synthesizes a replica of the genome. (DNA replication)

3. G2 (gap phase 2) is the second growth phase, and preparation for separation of the newly replicated genome. This phase fills the gap between DNA synthesis and the beginning of mitosis. During this phase microtubules begin to reorganize to form a spindle. Chromosomes condense.

* G1, S, and G2 together constitute INTERPHASE, the portion of the cell cycle between divisions.

4. MITOSIS is the phase of the cell cycle in which the spindle apparatus assembles, binds to the chromosomes, and moves the sister chromatids apart. Mitosis is the essential step in separation of the two daughter genomes. It is traditionally subdivided into five stages: prophase, prometaphase, metaphase, anaphase, and telophase.

5. CYTOKINESIS is the phase of the cell cycle when the cytoplasm divides, creating two daughter cells. In animal cells, the microtubule spindle helps position a contracting ring of actin that constricts like a drawstring to pinch the cell in two. In cells with a cell wall, such as plant cells, a plate forms between the dividing cells.

* Mitosis and cytokinesis together are usually referred to collectively as M phase, to distinguish the dividing phase from interphase.


Assista o vídeo: Cohesin and condensin (Outubro 2022).